Os animais que vivem na natureza sofrem por várias razões, incluindo fome, predação e doenças. Há uma falta de consideração e cuidado com os animais que vivem na natureza, apesar de terem a mesma capacidade de sofrer que animais domesticados e humanos possuem. A amostragem de DNA ambiental (eDNA) é uma técnica de pesquisa não invasiva que pode ser utilizada para aprender mais sobre os animais que vivem na natureza (por exemplo, se estão sofrendo de uma doença específica). Essas informações poderiam ser usadas no futuro para ajudar os animais quando estiverem em necessidade
O eDNA é definido como o DNA que um animal deixa para trás em seu ambiente1. Fontes comuns de eDNA incluem cabelos2, penas3 e fezes4, enquanto fontes menos comuns incluem rastros de caracóis5 e marcas de cheiro6.
Após a coleta, as amostras de eDNA são replicadas pela aplicação do método de reação em cadeia da polimerase. Essa técnica duplica uma determinada amostra de DNA, gerando de milhares a milhões de cópias desse DNA e permite aos cientistas a obtenção de cadeias mais longas que ajudam a revelar novas informações sobre os animais. Por exemplo: espécies foram identificadas7, tamanhos populacionais de espécies foram estimados8, dietas foram analisadas9 e doenças foram detectadas10 por meio dessa técnica. Até recentemente, técnicas invasivas foram utilizadas para esses fins. No entanto, a amostragem de eDNA oferece os mesmos insights sobre as vidas dos animais sem que seja preciso interagir desnecessariamente com eles.
As informações obtidas sobre animais que vivem na natureza usando amostragem de eDNA tem o potencial de ajudar muitos animais. Alinhando-se com a biologia do bem-estar – uma área de pesquisa proposta que estudaria os seres sencientes e seu ambiente em relação ao bem-estar dos animais – este artigo se concentrará especificamente em destacar as vantagens do eDNA e as possíveis maneiras de utilizá-lo para ajudar a aliviar, em um futuro próximo, o sofrimento dos animais que vivem na natureza.
Para começar, o artigo destacará os perigos associados à captura de animais não humanos com armadilhas que capturam o animal vivo e como evitar esses perigos usando amostragem de eDNA. Também serão abordadas as vantagens importantes que a amostragem de eDNA tem sobre muitos métodos de captura invasivos. Em seguida, o artigo falará sobre o uso de amostragem de eDNA para detectar doenças em animais não humanos. Também será discutido o uso de amostragem de eDNA para a detecção de espécies. Por fim, serão apresentadas algumas maneiras em que a amostragem de eDNA poderia ser utilizada no futuro para ajudar os animais que vivem na natureza.
Os animais que vivem na natureza frequentemente correm o risco de serem capturados e mortos por seres humanos. Muitas vezes eles são mortos para serem utilizados como comida, por causa de suas peles ou para controlar o número de animais dentro de uma área geográfica. Além desses motivos, os animais são muitas vezes capturados por armadilhas para pesquisas científicas.
Os métodos de captura e contenção de animais selvagens utilizam iscas para atrair um animal para uma situação da qual ele não pode escapar. As armadilhas não são projetadas para matar os indivíduos que são membros das espécies-alvo. As formas típicas de captura e contenção incluem laços de captura, redes de neblina, armadilhas de funil e gaiolas usadas para capturar pequenos mamíferos.
Os métodos de captura e contenção geralmente não são feitos para ajudar os animais enquanto indivíduos. Por exemplo, não é feita para prender animais feridos e ajudá-los a se recuperar, ou para impedir que os animais atravessem uma rodovia movimentada, capturando-os para transportá-los com segurança. Em vez disso, a captura geralmente é feita para aumentar o conhecimento científico sobre os animais. Além disso, o bem-estar do animal não é tido como a maior prioridade quando ele está preso, a menos que seja importante para a pesquisa em andamento. Apesar de serem projetadas para não matar os animais, essas armadilhas podem causar estresse, danos físicos e até mesmo a morte em algumas circunstâncias.
Foram documentados muitos casos em que a captura e o manuseio mostraram causar estresse nos animais. Uma série de exemplos são dados abaixo.
Verificou-se que os carneiros-selvagens (Ovis canadensis) experimentam aumento da atividade cardíaca (o que é indicativo de uma resposta ao estresse) por quase duas horas após serem capturados e manuseados11. As respostas ao estresse foram exibidas por esquilos-vermelhos-americanos (Tamiasciurus hudsonicus) presos em gaiolas de captura, com sua resposta ao estresse piorada quando a armadilha aumentou a visibilidade para o mundo exterior. Depois de duas horas, suas concentrações de hormônio do estresse aumentaram ainda mais12. Os níveis de corticosterona em pardais-domésticos (Passer domesticus) aumentam quando são capturados e tornam-se ainda mais elevados após cerca de 15 minutos13. Também se descobriu que as ratazanas experimentam estresse relacionado à captura14. Animais em laboratórios mostram níveis elevados de estresse devido a serem manuseados. Uma revisão de 80 estudos mostrou que, em média, os animais apresentaram frequência cardíaca e pressão arterial elevadas por pelo menos 30 minutos após serem manuseados15. Por último, caracóis jovens sofreram altas taxas de mortalidade devido ao estresse de serem manuseados16.
Esses resultados mostram que os animais experimentam uma resposta ao estresse, indicada por elevações na frequência cardíaca, nos níveis de corticosterona e na pressão arterial. Isso acontecerá mesmo se o seu bem-estar for levado em consideração, por exemplo, tornando as armadilhas menos desconfortáveis ou verificando as armadilhas com mais frequência para que os animais sejam mantidos presos por períodos de tempo mais curtos. Ser capturado e manuseado é uma experiência estressante para qualquer animal não humano, assim como seria para um ser humano.
Os efeitos psicológicos da captura e manuseio podem ser extremos e, em alguns casos, a ansiedade de um animal pode levá-lo a fazer tentativas desesperadas de escapar que resultam em danos físicos, apesar da segurança da armadilha. Além disso, os animais às vezes sofrem danos físicos como consequência de serem manuseados ou de um defeito na armadilha.
O uso de métodos de contenção e captura de animais selvagens, bem como seu manejo, são projetados para não causar danos físicos aos animais. No entanto, muitos animais são feridos ao serem presos ou manuseados. Uma série de instâncias documentadas estão listadas abaixo.
Uma análise de 16 estudos foi conduzida e mostrou que os musaranhos morreram como resultado de acidente enquanto estavam presos, em média, 47% das vezes17. As lebres-americanas (Lepus americanus) sofreram uma diminuição significativa em sua massa corporal depois de serem capturadas e manuseadas pela primeira vez18. Os cientistas encontraram uma possível correlação positiva com o manuseio de filhotes de albatroz criados em cativeiro e níveis elevados de enzimas musculares19. Níveis elevados de enzimas musculares são indicativos de danos musculares e podem afetar negativamente as aves. A captura e o manuseio fizeram com que 15% das filhotes de abetardas capturadas sofressem problemas de mobilidade e 43% dessas aves morreram posteriormente20.
Além dos fatores de risco fisiológicos e psicológicos associados ao manejo e captura dos animais, acredita-se que, devido ao estresse que os indivíduos experimentam, os métodos invasivos de captura são propensos a fornecerem resultados imprecisos em relação ao comportamento, saúde ou atividade dos animais que vivem na natureza. Como resultado, em periódicos de pesquisa têm acontecido pedidos de reforma das políticas de cuidados com animais e por uma supervisão institucional mais rigorosa21. Deve-se observar que novas informações sobre as vidas dos animais não devem ser obtidas às custas do bem-estar de um indivíduo animal. A pesquisa deveria ser conduzida de forma não invasiva e técnicas como amostragem de eDNA deveriam ser utilizadas sempre que possível.
A vantagem mais óbvia de utilizar a amostragem de eDNA é que ela não é invasiva e é segura para os animais. Conforme demonstrado anteriormente, a captura de animais para pesquisa científica é invasiva e pode causar danos aos animais, tanto psicologicamente quanto fisicamente. Defender o uso em pesquisas científicas de amostragem de eDNA e outras técnicas não invasivas eficazes é uma forma de ajudar os animais que vivem na natureza.
Outras vantagens da amostragem de eDNA incluem precisão dos resultados, bom custo-benefício e baixo esforço para a coleta de amostras. A amostragem de eDNA também pode ser utilizada em uma variedade de ambientes diferentes. Todas essas características tornam a técnica desejável para a comunidade científica.
As amostras de eDNA estão sujeitas a várias condições que afetarão o potencial de fornecer informações sobre os animais – incluindo a precisão dos resultados.
É importante avaliar a qualidade das amostras de eDNA, pois a contaminação e a idade da amostra podem levar a resultados enganosos. Particularmente o tipo, a temperatura e o tempo desde que o DNA deixou um animal determinarão a qualidade da amostra. Por exemplo, amostras fecais colhidas em um clima quente e seco com até uma semana de idade devem fornecer resultados ideais22. Além disso, dentro de ambientes diferentes, os períodos de tempo ideais para amostragem de eDNA serão muito diferentes uns dos outros. Por exemplo, experimentos mostraram que o tempo ideal de amostragem de eDNA é de até 10 horas em água do mar23, até 14 dias em água doce24 e até 93 dias em sedimentos25. Outro exemplo mostrou que amostras de eDNA retiradas do solo determinam com precisão a presença de espécies que foram detectadas por imagens de câmera entre 30 e 150 dias antes26.
Além disso, o sucesso da amostragem de eDNA depende de quanto se sabe sobre um fragmento de DNA. Se não houver informações disponíveis sobre a sequência de DNA de uma espécie em particular, será quase impossível identificar suas principais características.
Por fim, o eDNA é conhecido por fornecer falsos positivos (informando um resultado positivo para a presença de um animal que não estava lá) e falsos negativos (informando um resultado negativo quando o animal de fato estava presente). Isso pode ocorrer por vários motivos, mas provavelmente ocorrerá quando a amostra estiver contaminada27, quando a amostra não tiver sido manuseada adequadamente28 ou quando a área da amostra não tiver uma concentração de DNA suficientemente alta29. À medida que mais conhecimento for obtido sobre o DNA de cada espécie e os catálogos de DNA conhecidos forem compartilhados entre a comunidade científica, a precisão da amostragem de eDNA melhorará.
Apesar das preocupações em relação à amostragem de eDNA, melhorias contínuas no equipamento e na metodologia revelaram uma precisão impressionante na análise de amostras. Vários estudos mostraram que a amostragem de eDNA iguala ou supera outras técnicas usadas para coletar as mesmas informações sobre os animais. Abaixo estão dois exemplos.
Amostras de eDNA foram retiradas de dois rios no sul da Austrália e os cientistas descobriram que usar cinco amostras (de 1 litro de água cada) para amostragem de eDNA foi suficiente para detectar todas as espécies de peixes que foram capturadas usando métodos invasivos30. Ao detectar o percevejo marmorizado marrom (Halyomorpha halys), os cientistas notaram que os insetos frequentemente comiam os pêssegos, deixando para trás um amplo eDNA no pêssego depois de terminarem. Os cientistas de campo descobriram que a amostragem de eDNA de pêssegos era uma técnica consideravelmente mais sensível para detectar o percevejo e oferecia uma alternativa eficaz aos dois métodos invasivos usados anteriormente31.
Embora métodos invasivos como armadilhas possam ser melhorados diminuindo o desconforto dos animais presos, o estresse que os animais experimentarão é inevitável e afetará a precisão das descobertas. A amostragem de eDNA não apresenta essas limitações e continuará a melhorar à medida que mais DNA for catalogado. Da mesma forma, a amostragem de eDNA se tornará mais econômica à medida que se tornar mais acessível e amplamente utilizada.
Vários experimentos mostraram que a amostragem de eDNA é mais econômica do que um método invasivo utilizado para coletar a mesma informação. Em um exemplo, um experimento comparou o custo da amostragem de eDNA com um método invasivo projetado para capturar peixes. Os cientistas que participaram do experimento calcularam que o custo total de coleta e análise de amostras de eDNA foi de US$ 678, enquanto o uso de alguns métodos invasivos custou muito mais32.
Os cientistas também compararam a relação custo-benefício da amostragem de eDNA com técnicas típicas de levantamento, como pesquisas com tochas e contagem de ovos. Descobriu-se que a pesquisa pode custar até vários milhares de dólares, enquanto a amostragem de eDNA custaria apenas algumas centenas33.
Os resultados obtidos utilizando técnicas tradicionais de coleta de informações sobre os animais podem ser afetados pelo ambiente de amostragem. Por exemplo, detectar um animal na neve pode ser difícil porque o animal pode estar camuflado pelo ambiente. A amostragem de eDNA tem uma vantagem sobre outras técnicas de pesquisa, pois pode ser aplicada a todos os ambientes onde existe DNA e não requer a presença de um animal no momento em que a amostra é coletada.
Um dos ambientes mais populares para aplicar a amostragem de eDNA é a água, incluindo oceanos e áreas de água doce. O nível de sucesso alcançado nesses ambientes depende de muitas características, incluindo degradação do DNA, abundância de espécies e tamanho do corpo de água. A maioria dos estudos publicados sobre amostragem de eDNA concentrou-se em fazer descobertas sobre animais na água, principalmente com foco na detecção de espécies. Um exemplo é uma revisão que reuniu uma série de estudos focados na detecção de espécies aquáticas. Os estudos concluíram que, em comparação com outras técnicas, a amostragem de eDNA permite estimativas mais econômicas e direcionadas do número de espécies diferentes na água34.
Outra equipe de pesquisa também descobriu que a amostragem de eDNA é muito eficaz em ambientes tropicais. Amostras de eDNA foram utilizadas para identificar diferentes espécies de rãs em uma região de floresta seca na Bolívia. A equipe de pesquisa constatou que a amostragem de eDNA foi uma maneira bem-sucedida de detectar diferentes espécies de sapos em um ambiente tropical, especialmente em regiões com alta densidade de anfíbios, sugerindo que a amostra de eDNA tem maior probabilidade de conter informações relevantes35.
Cientistas que queriam entender se a amostragem de eDNA os ajudaria a detectar espécies em condições adversas, como a neve, procuraram evidências da presença de três espécies em áreas de Montana, nos EUA. Amostras de eDNA foram coletadas de uma variedade de lugares, incluindo trilhas de neve, da neve em uma área onde os animais haviam sido fotografados por câmeras anteriormente e de amostras de pelo coletadas 1,6 meses antes. As amostras de neve foram então filtradas e o DNA restante foi processado. Todas as três espécies foram detectadas com sucesso e a amostragem de eDNA foi considerada muito superior às técnicas gerais de levantamento em um ambiente nevado36.
Por fim, foi realizada uma revisão para determinar o desempenho da amostragem de eDNA na tundra do Ártico. A técnica de base molecular mostrou-se muito eficaz nesse ambiente, fornecendo informações sobre a dieta dos animais que vivem nas proximidades, bem como a identificação de espécies e estruturas populacionais37.
O esforço de amostragem é uma medida do tempo e esforço que os pesquisadores ou técnicos levam para extrair amostras de DNA. Considera-se que a amostragem de eDNA requer menos esforço de amostragem em comparação com outras técnicas devido à sua simplicidade. A maioria das técnicas invasivas usadas para coletar dados de animais é demorada, requer muitos trabalhadores e normalmente um alto nível de habilidade para reduzir os danos sofridos pelos animais durante a captura. Além disso, na maioria dos casos a amostragem de eDNA requer menos equipamentos e a coleta de amostras é considerada mais fácil quando comparada com outras técnicas de pesquisa. Abaixo estão alguns exemplos.
Os técnicos de campo descobriram que a coleta de amostras de água para a realização da amostragem de eDNA é simples em comparação à captura de rãs para testes invasivos. Além disso, as amostras de água puderam ser coletadas pela maioria dos técnicos de campo, enquanto a coleta de amostras de tecidos exige trabalhadores com maior habilidade técnica e, às vezes, certificação especial38. A coleta de amostras de eDNA também foi comparada com um método invasivo utilizado para manipular o movimento de peixes. Para aplicar a técnica invasiva, os trabalhadores tiveram que entrar no riacho, o que era muito mais trabalhoso do que coletar uma amostra de eDNA do banco do riacho. Em termos de tempo, a amostragem de eDNA levou 6,8 horas-pessoa[I], enquanto o método invasivo levou 30 horas-pessoa e 90 horas-pessoa, dependendo da tecnologia da técnica39. Outro estudo comparou os resultados de amostras de eDNA retiradas de uma área específica com os resultados de um estudo de 9 anos com armadilhas fotográficas na Califórnia. A amostragem de eDNA foi capaz de detectar várias espécies pequenas perdidas pelas armadilhas fotográficas e provou ser muito mais fácil de ser utilizada do que a armadilha fotográfica40.
A amostragem geral de eDNA provou ser um método simples de ser implementado, especialmente quando comparado a outros métodos utilizados para propósitos como a detecção de doenças.
O uso de técnicas não invasivas em pesquisa está aumentando rapidamente. Exemplos de técnicas não invasivas, além da amostragem de eDNA, incluem termografia, uso de drones e armadilhas fotográficas.
Cada técnica oferece uma maneira única de entender os animais que vivem na natureza. A termografia é uma técnica que utiliza uma câmera infravermelha para observar os animais. A câmera normalmente é utilizada em um ambiente mais frio do que a temperatura corporal do animal, permitindo a criação de um contorno da forma do corpo do animal. Drones com câmeras são usados há quase uma década para monitorar animais na natureza. A armadilha fotográfica é um método utilizado para capturar vídeos de animais que vivem na natureza. A câmera geralmente é equipada com um sensor que é acionado por movimento ou calor e começará a gravar à medida que os animais se aproximam.
Para que essas técnicas sejam bem-sucedidas, os animais precisam estar na presença de alguém ou algo no momento da coleta da amostra. No sentido mais estrito da pesquisa não invasiva, se os animais ficam cientes da presença exterior (por causa do ruído ou movimento de um drone por exemplo) e mudam seu comportamento fugindo ou investigando o objeto, é questionável se essas técnicas são realmente não invasivas. Se for tomado cuidado para não perturbar os animais próximos, esse problema não existe ao coletar amostras de eDNA.
Doenças são uma das muitas causas de sofrimento para os animais que vivem na natureza e podem ser difíceis de serem detectadas. Além da amostragem de eDNA, não há formas não invasivas de detectar definitivamente doenças nesses animais41. Atualmente, as doenças são detectadas por meio de um pequeno número de maneiras superficiais. Por exemplo, se um grupo de animais está sob observação e alguns animais parecem estar agindo de forma anormal, se houver anormalidades visíveis na aparência de um animal ou se houver um grande número de cadáveres, então isso pode indicar a presença de doença.
A amostragem de eDNA oferece uma opção para monitorar a saúde das populações de animais e potencialmente detectar doenças que envolvem uma mudança observável no DNA em seus estágios iniciais, como vírus ou doenças bacterianas. Em alguns casos, isso pode levar ao desenvolvimento de vacinas que podem prevenir o sofrimento e a morte entre os animais. Seguem alguns exemplos.
Aconteceram avanços recentes na detecção precoce do Squirrel Pox Virus usando amostragem de eDNA na forma de amostras de pelos de esquilo42. A amostragem de eDNA na forma de urina e de fezes provou ser um método bem-sucedido e não invasivo de identificar a transmissão da tuberculose de texugos a vacas no Reino Unido43. A amostragem não invasiva de urina provou ser eficaz em fornecer um método de detecção precoce da Brucelose em cães44. A amostragem de eDNA também foi bem-sucedida na detecção do Ranavírus e concluiu-se que essa técnica funcionou melhor do que métodos de teste invasivos comuns na detecção de doenças em anfíbios45.
Além de detectar doenças causadas por bactérias ou patógenos virais, o eDNA também é capaz de detectar doenças causadas por parasitas. As doenças parasitárias podem ser incrivelmente prejudiciais aos animais que vivem na natureza, causando dor e, em alguns casos, a morte. Alguns exemplos estão listados abaixo.
Usando amostragem de eDNA, os cientistas encontraram uma forte correlação positiva entre a densidade de DNA pertencente ao protozoário ciliado, um tipo de parasita, e a mortalidade de perca-gigante, um tipo de peixe46. A amostragem de eDNA, usando as fezes de ratos selvagens, se revelou mais rápida, mais fácil e muito mais sensível do que os métodos tradicionais, encontrando maior variedade de parasitas47. A amostragem de eDNA identificou áreas geográficas onde havia níveis mais altos de Blastocystis, um parasita conhecido por infectar humanos e animais não humanos48. Ajudar a entender os níveis de doenças parasitárias em diferentes áreas geográficas pode ser muito útil ao tentar entender qual local abordar primeiro. Por último, quatro espécies de Cryptosporidium, parasitas conhecidos por infectarem vacas e seres humanos, foram detectadas simultaneamente por amostragem de fezes de vaca49.
Uma das vantagens mais distintas da amostragem de eDNA é que ela é excepcionalmente boa para detectar a presença de espécies. Alguns exemplos interessantes são apresentados a seguir.
Quando comparado com armadilhas fotográficas, a amostragem de eDNA foi capaz de detectar um número muito maior de espécies de pequeno porte, incluindo morcegos-de-orelhas-de-rato, peromyscus, ratazanas e ratos-castanhos que normalmente escapariam das armadilhas fotográficas50. A amostragem de eDNA detectou 44% mais espécies de tubarões do que os tradicionais censos subaquáticos normais, mesmo algumas espécies de tubarões não observadas anteriormente na área de estudo51. Para detectar animais específicos, uma equipe coletou amostras de água de lagoas e confirmou a presença de vários animais terrestres, incluindo o guaxinim comum, o rato-da-Noruega (Rattus norvegicus) e o camundongo doméstico. A equipe descreveu os métodos tradicionais de pesquisa como trabalhosos em comparação com a amostragem de eDNA52.
Atualmente, a amostragem de eDNA está sendo utilizada principalmente para propósitos conservacionistas, e seria encorajador vê-la sendo utilizada para, em vez disso, ajudar os animais enquanto indivíduos. A seguir estão alguns exemplos especulativos de como a amostragem de eDNA pode ser usada para ajudar os animais que vivem na natureza.
Embora a amostragem de eDNA esteja sendo utilizada para detectar doenças, ela está sendo usada principalmente em situações em que os animais são mantidos em cativeiro ou para manter uma população de animais na natureza que corre o risco de ser extinta. No entanto, o eDNA pode ser utilizado para ajudar os animais que vivem na natureza. Por exemplo, os animais que vivem em áreas urbanas são propensos a doenças como a raiva. A raiva em morcegos já foi detectada antes usando amostragem de eDNA na forma de fezes53 e isso pode ser uma maneira eficaz de triagem para a detecção precoce da raiva em áreas urbanas. Seria útil utilizar a amostragem de eDNA para testar essas doenças em populações de animais que vivem na natureza.
A amostragem de eDNA também pode ser usada para detectar níveis de DNA parasita. Utilizando-se pesquisas existentes, existe o potencial de entender em quais áreas geográficas os parasitas são mais propensos a atacar animais na natureza e essas áreas podem ser rastreadas usando amostragem de eDNA. Os animais podem sofrer muito devido a doenças parasitárias, e a detecção precoce aumentaria a probabilidade de evitar níveis mais altos de sofrimento e de mortalidade devido a elas.
Os biomarcadores de idade biológica atuam como indicações de se um animal experimentou eventos biológicos significativos negativos ou positivos durante seu tempo de vida54.
Neste momento não existe um único biomarcador que possa ser aplicado a todos os animais. No entanto, é provável que os biomarcadores de idade biológica sejam melhor compreendidos no futuro, e os seres humanos serão então capazes de identificar eventos biológicos que são particularmente estressantes para os animais enquanto indivíduos. Utilizando marcadores biológicos de idade, uma vez que descobre-se que determinados eventos biológicos causam sérios traumas psicológicos ou fisiológicos aos animais, será mais fácil entender maneiras eficazes de ajudá-los. Exemplos de eventos biológicos negativos poderiam incluir lutar com outro animal ou passar fome por vários dias.
Têm sido sugerido que o comprimento dos telômeros (as extremidades dos cromossomos) diminui à medida que a idade biológica dos vertebrados aumenta e o processo de encurtamento é acelerado por experiências de vida negativas55. Analisar o comprimento dos telômeros pode ser uma maneira em potencial de entender as maneiras e as razões pelas quais sofrem os vertebrados que vivem na natureza.
Amostras de DNA coletadas com o propósito de análise do comprimento dos telômeros são quase sempre coletadas utilizando técnicas invasivas na forma de amostras de sangue e saliva56. Embora a coleta de amostras de sangue seja provavelmente sempre invasiva, existem métodos não invasivos para coletar amostras de saliva. Um estudo destacou a facilidade da amostragem de eDNA coletando madeira roída que continha a saliva de aie-aies. Portanto, a amostragem de eDNA pode proporcionar uma alternativa não invasiva à coleta de amostras para analisar o comprimento dos telômeros e, consequentemente, para entender melhor as vidas e o sofrimento dos animais que vivem na natureza.
Uma vez que há evidências suficientes de que um determinado evento biológicos ou ambiente pode ser estressante para um animal, pode haver então a possibilidade de ajudá-lo. Exemplos de maneiras de ajudá-los podem incluir mover peixes naturalmente solitários para ambientes com populações menores de peixes, retirando-os de um ambiente estressante58, ou resgatar camundongos de ambientes que possuem frequências de ultrassom que podem fazê-los exibir sintomas semelhantes à depressão59.
A detecção de espécies é uma ferramenta que atualmente não está sendo utilizada da maneira que obviamente ajudaria os animais enquanto indivíduos. Por exemplo, essa técnica vem sendo utilizada para entender se uma espécie é abundante ou não em uma determinada área, mas não para descobrir se um animal está presente em um ambiente que poderia ser inseguro e precisando de ajuda.
Ser capaz de detectar uma determinada espécie é algo que poderia ser utilizado em certas situações em que os animais podem estar em ambientes insalubres ou perigosos. Caso saiba-se onde os animais são propensos a ficarem presos em áreas urbanas, ou os ambientes que são tóxicos para os animais, seria útil utilizar a amostragem de eDNA como uma ferramenta para entender se um indivíduo provavelmente está em perigo. Atualmente só é possível especular como a detecção de espécies seria utilizada para ajudar os animais que vivem na natureza enquanto indivíduos. No entanto, ela oferece uma série de oportunidades a serem exploradas.
Este artigo se concentrou na amostragem de eDNA e nas maneiras pelas quais ela poderia potencialmente ajudar a reduzir o sofrimento dos animais que vivem na natureza.
No momento, existem bilhões de animais sofrendo na natureza por várias razões e há muitas maneiras pelas quais a amostragem de eDNA pode ajudar esses animais. Essas maneiras incluem o uso de amostragem de eDNA em vez de métodos invasivos de captura e de manuseio na pesquisa sempre que possível. Em muitas instâncias, a amostragem de eDNA mostrou ser tão precisa quanto, mais econômica e exigir menor esforço na coleta da amostra do que alguns métodos invasivos. A amostragem de eDNA também pode ser aplicada em uma série de ambientes que seriam mais complicados para técnicas invasivas.
A amostragem de eDNA pode detectar doenças em animais antes que os sintomas óbvios possam aparecer. A promoção do uso de amostragem de eDNA para a detecção precoce de doenças poderia chamar a atenção para a situação dos animais na natureza devido a doenças e levar ao desenvolvimento de vacinas e outros tratamentos.
A situação dos animais que vivem na natureza ainda não foi devidamente compreendida e mais pesquisas são necessárias. Atualmente, a amostragem de eDNA é mais comumente utilizada para fins conservacionistas (por exemplo, para ajudar a detectar uma espécie). A amostragem de eDNA merece mais atenção devido ao seu potencial para ajudar a reduzir o sofrimento dos animais que vivem na natureza. Ela pode ser utilizada mais amplamente de maneiras que já sabemos que são úteis, como fornecer dados que nos permitem saber quando lidar com doenças e ambientes estressantes. Haverá outras aplicações que ainda não foram exploradas ou sequer concebidas. A técnica é progressiva e há esperança de que possa revolucionar a capacidade de ajudar os animais em um futuro próximo.
1 Taberlet, P.; Waits, L. P. & Luikart, G. (1999) “Noninvasive genetic sampling: Look before you leap”, Trends in Ecology & Evolution, 14, pp. 323-327.
2 Gagneux, P.; Boesch, C. & Woodruff, D. S. (1997) “Microsatellite scoring errors associated with noninvasive genotyping based on nuclear DNA amplified from shed hair”, Molecular Ecology, 6, pp. 861-868.
3 Peters, C.; Nelson, H.; Rusk, B. & Muir, A. (2019) “A novel method to optimise the utility of underused moulted plumulaceous feather samples for genetic analysis in bird conservation”, Conservation Genetics Resources, 12, pp. 457-467 [acessado em 17 de junho 2020].
4 Bradley, B. J.; Doran-Sheehy, D. M. & Vigilant, L. (2007) “Potential for female kin associations in wild western gorillas despite female dispersal”, Proceedings of The Royal Society B: Biological Sciences, 274 (1622), pp. 2179-2185.
5 Kawai, K.; Shimizu, M.; Hughes, R. N. & Takenaka, O. (2004) “A non-invasive technique for obtaining DNA from marine intertidal snails”, Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 84, pp. 773-774.
6 Lanyon, C. V.; Rushton, S. P.; O’Donnell, A. G.; Goodfellow, M.; Ward, A. C.; Petrie, M.; Jensen, S. P.; Gosling, L. M. & Penn, D. J. (2007) “Murine scent mark microbial communities are genetically determined”, FEMS Microbiology Ecology, 59, pp. 576-583.
7 Franklin, T. W.; McKelvey, K. S.; Golding, J. D.; Mason, D. H.; Dysthe, J. C.; Pilgrim, K. L.; Squires, J. R.; Aubry, K. B.; Long, R. A.; Greaves, S. E.; Raley, C. M.; Jackson, S.; MacKay, P.; Lisbon, J.; Sauder, J. D.; Pruss, M. T.; Heffington, D. & Schwartz, M. K. (2019) “Using environmental DNA methods to improve winter surveys for rare carnivores: DNA from snow and improved noninvasive techniques”, Biological Conservation, 229, pp. 50-58.
8 Lacoursiere-Roussel, A.; Côte, G.; Leclerc, V. & Bernatchez, L. (2016) “Quantifying relative fish abundance with eDNA: A promising tool for fisheries management”, Journal of Applied Ecology, 53, pp. 1148-1157.
9 Deagle, B. E.; Chiaradia, A.; McInnes, J. & Jarman, S. N. (2010) “Pyrosequencing faecal DNA to determine diet of little penguins: Is what goes in what comes out?”, Conservation Genetics, 11, pp. 2039-2048.
10 Ng, T. F. F.; Kondov, N. O.; Deng, X.; Van Eenennaam, A.; Neibergs, H. L. & Delwart, E. (2015) “A metagenomics and case-control study to identify viruses associated with bovine respiratory disease”, Journal of Virology, 89, pp. 5340-5349 [acessado em 13 de julho de 2020].
11 MacArthur, R. A.; Geist, V. & Johnston, R. H. (1986) “Cardiac responses of bighorn sheep to trapping and radio instrumentation”, Canadian Journal of Zoology, 64, pp. 1197-1120.
12 Bosson, C.; Islam, Z. & Boonstra, R. (2012) “The impact of live trapping and trap model on the stress profiles of North American red squirrels”, Journal of Zoology, 288, pp. 159-169.
13 Lynn, S.E. & Porter, A. J. (2008) “Trapping initiates stress response in breeding and non-breeding house sparrows Passer domesticus: Implications for using unmonitored traps in field studies”, Journal of Avian Biology, 39, pp. 87-94.
14 Fletcher, Q. E. & Boonstra, R. (2006) “Impact of live trapping on the stress response of the meadow vole (Microtus pennsylvanicus)”, Journal of Zoology, 270, pp. 473-478.
15 Balcombe, J. P.; Barnard, N. D. & Sandusky, C. (2004) “Laboratory routines cause animal stress”, Journal of the American Association for Laboratory Animal Science, 43 (6), pp. 42-51.
16 Çelik, M. Y.; Duman, M. B.; Sarıipek, M.; Uzun Gören, G.; Kaya Öztürk, D. & Sedat Karayücel, S. (2018) “Growth and mortality rates of Cornu aspersum: Organic snail culture system, Black Sea region”, Journal of Agricultural Sciences, 25, pp. 189-196.
17 Shonfield, J.; Do, R.; Brooks, R. J. & McAdam, A. G. (2013) “Reducing accidental shrew mortality associated with small-mammal livetrapping: An inter- and intrastudy analysis”, Journal of Mammalogy, 94, pp. 745-753.
18 Takacs, V.; Zduniak, P.; Panek, M. & Tryjanowski, P. (2009) “Does handling reduce the winter body mass of the European hare?”, Central European Journal of Biology, 4, pp. 427-433.
19 Deguchi, T.; Suryan, R. M. & Ozaki, K. (2014) “Muscle damage and behavioral consequences from prolonged handling of albatross chicks for transmitter attachment”, The Journal of Wildlife Management, 78, pp. 1302-1309.
20 Ponjoan, A.; Bota, G.; Garcia De La Morena, E. L.; Morales, M. B.; Wolff, A.; Marco, I. & Mañosa, S. (2008) “Adverse effects of capture and handling little bustard”, Journal of Wildlife Management, 72, pp. 315-319.
21 Field, K. A.; Paquet, P. C.; Artelle, K.; Proulx, G.; Brook, R. K. & Darimont, C. T. (2019) “Publication reform to safeguard wildlife from researcher harm”, PLOS Biology, 17 (4) [acessado em 17 de junho de 2020].
22 Piggott, M. P. (2004) “Effect of sample age and season of collection on the reliability of microsatellite genotyping of faecal DNA”, Wildlife Research, 31, pp. 485-493.
23 Dell’Anno, A. & Corinaldesi, C. (2004) “Degradation and turnover of extracellular DNA in marine sediments: Ecological and methodological considerations”, Applied and Environmental Microbiology, 70, pp. 4384-4386.
24 Dejean, T.; Valentini, A.; Duparc, A.; Pellier-Cuit, S.; Pompanon, F.; Taberlet, P. & Miaud, C. (2011) “Persistence of environmental DNA in freshwater ecosystems”, PLOS ONE, 6 (8) [acessado em 17 de junho de 2020].
25 Dell’Anno, A. & Corinaldesi, C. (2004) “Degradation and turnover of extracellular DNA in marine sediments: Ecological and methodological considerations”, op. cit.
26 Leempoel, K.; Hebert, T. & Hadly, E. A. (2019) “A comparison of eDNA to camera trapping for assessment of terrestrial mammal diversity”, Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 287 (1918) [acessado em 17 de junho de 2020].
27 Goldberg, C. S.; Turner, C. R.; Deiner, K.; Klymus K. E.; Thomsen, P. F.; Murphy, M. A.; Spear, S. F.; McKee, A.; Oyler-McCance, S. J.; Cornman, R. S.; Laramie, M. B.; Mahon, A. R.; Lance, R. F.; Pilliod, D. S.; Strickler, K. M.; Waits, L. P.; Fremier, A. K.; Takahara, T.; Herder, J. E. & Taberlet, P. (2016) “Critical considerations for the application of environmental DNA methods to detect aquatic species”, Methods in Ecology and Evolution, 7, pp. 1299-1307.
28 Miaud, C.; Arnal, V.; Poulain, M.; Valentini, A. & Dejean, T. (2019) “eDNA increases the detectability of Ranavirus infection in an alpine amphibian population”, op. cit.
29 Ibid.
30 Shaw, J. L. A.; Clarke, L. J.; Wedderburn, S. D.; Barnes, T. C.; Weyrich, L. S. & Cooper, A. (2016) “Comparison of environmental DNA metabarcoding and conventional fish survey methods in a river system”, Biological Conservation, 197, pp. 131-138.
31 Valentin, R. E.; Fonseca, D. M.; Nielsen, A. L.; Leskey, T. C. & Lockwood, J. L. (2018) “Early detection of invasive exotic insect infestations using eDNA from crop surfaces”, Frontiers in Ecology and the Environment, 16, pp. 265-270.
32 Evans, N. T.; Shirey, P. D.; Wieringa, J. G.; Mahon, A. R. & Lamberti, G. A. (2017) “Comparative cost and effort of fish distribution detection via environmental DNA analysis and electrofishing”, Fisheries, 42, pp. 90-99.
33 Rees, H. C.; Bishop, K.; Middleditch, D. J.; Patmore, J. R. M.; Maddison, B. C. & Gough, K. C. (2014) “The application of eDNA for monitoring of the Great Crested Newt in the UK”, Ecology and Evolution, 4, pp. 4023-4032.
34 Ibid.
35 Bálint, M.; Nowak, C.; Márton, O.; Pauls, S. U.; Wittwer, C.; Aramayo, J. L. B.; Schulze, A., Chambert, T.; Cocchiararo, B. & Jansen, M. (2018) “Accuracy, limitations and cost efficiency of eDNA‐based community survey in tropical frogs”, Molecular Ecology Resources, 18, pp. 1415-1426.
36 Franklin, T. W.; McKelvey, K. S.; Golding, J. D.; Mason, D. H.; Dysthe, J. C.; Pilgrim, K. L.; Squires, J. R.; Aubry, K. B.; Long, R. A.; Greaves, S. E.; Raley, C. M.; Jackson, S.; MacKay, P.; Lisbon, J.; Sauder, J. D.; Pruss, M. T.; Heffington, D. & Schwartz, M. K. (2019) “Using environmental DNA methods to improve winter surveys for rare carnivores: DNA from snow and improved noninvasive techniques”, op. cit.
37 Zielińska, S.; Kidawa, D.; Stempniewicz, L.; Łoś, M. & Łoś J. M. (2017) “Environmental DNA as a valuable and unique source of information about ecological networks in Arctic terrestrial ecosystems”, Environmental Reviews, 25, pp. 282-291.
38 Miaud, C.; Arnal, V.; Poulain, M.; Valentini, A. & Dejean, T. (2019) “eDNA Increases the Detectability of Ranavirus Infection in an Alpine Amphibian Population”, op. cit.
39 Evans, N. T.; Shirey, P. D.; Wieringa, J. G.; Mahon, A. R. & Lamberti, G. A. (2017) “Comparative cost and effort of fish distribution detection via environmental DNA analysis and electrofishing”, op. cit.
40 Leempoel, K.; Hebert, T. & Hadly, E. A. (2019) “A comparison of eDNA to camera trapping for assessment of terrestrial mammal diversity”, op. cit.
41 Wobeser, G. A. (ed.) (2006) Essentials of disease in wild animals, Oxford: Blackwell.
42 Shuttleworth, C. M.; Everest, D. J.; Halliwell, E. C.; Hulme, B.; Wilberforce, L. & Clews-Roberts, R. (2019) “Detecting viral infection in red squirrels”, EcoHealth, 5, p. 507.
43 King, H. C.; Murphy, A.; James, P.; Travis, E.; Porter, D.; Hung, Y-J.; Sawyer, J.; Cork, J.; Delahay, R. J.; Gaze, W. ; Courtenay, O. & Wellington, E. M. (2015) “The variability and seasonality of the environmental reservoir of Mycobacterium bovis shed by wild European badgers”, Scientific Reports, 5, pp. 1-7 [acessado em 2 de julho de 2020].
44 Kauffman, L. K.; Bjork, J. K.; Gallup, J. M.; Boggiatto, P. M.; Bellaire, B. H. & Petersen, C. A. (2014) “Early detection of Brucella canis via quantitative polymerase chain reaction analysis”, Zoonoses and Public Health, 61, pp. 48-54.
45 Miaud, C.; Arnal, V.; Poulain, M.; Valentini, A. & Dejean, T. (2019) “eDNA increases the detectability of Ranavirus infection in an alpine amphibian population”, Viruses, 11 (6) [acessado em 17 de junho de 2020].
46 Gomes, G. B.; Hutson, K. S.; Domingos, J. A; Chung, C.; Hayward, S.; Miller, T. L. & Jerry, D. R. (2017) “Use of environmental DNA (eDNA) and water quality data to predict protozoan parasites outbreaks in fish farms”, Aquaculture, 479, pp. 467-473.
47 Tanaka, R.; Hino, A.; Tsai, I. J.; Palomares-Rius, J. E.; Yoshida, A.; Ogura, Y.; Hayashi, T.; Maruyama, H. & Kikuchi, T. (2014) “Assessment of helminth biodiversity in wild rats using 18S rDNA based metagenomics”, PLOS ONE, 9 (10) [acessado em 5 de setembro de 2020].
48 Wang, W.; Cuttell, L.; Bielefeldt-Ohmann, H.; Inpankaew, T.; Owen, H. & Traub, R. J. (2013) “Diversity of Blastocystis subtypes in dogs in different geographical settings”, Parasites & Vectors, 6 [acessado em 5 de setembro de 2020].
49 Santín, M. & Zarlenga, D. S. (2009) “A multiplex polymerase chain reaction assay to simultaneously distinguish Cryptosporidium species of veterinary and public health concern in cattle”, Veterinary Parasitology, 166, pp. 32-37.
50 Leempoel, K.; Hebert, T. & Hadly, E. A. (2019) “A comparison of eDNA to camera trapping for assessment of terrestrial mammal diversity”, op. cit.
51 Boussarie, G.; Bakker, J.; Wangensteen, O. S.; Mariani, S.; Bonnin, L.; Juhel, J-B.; Kiszka, J. J.; Kulbicki, M.; Manel, S.; Robbins, W. D.; Vigliola, L. & Mouillot, D. (2018) “Environmental DNA illuminates the dark diversity of sharks”, Science Advances, 4 (5) [acessado em 17 de junho de 2020].
52 Ushio, M.; Fukuda, H.; Inoue, T.; Makoto, K.; Kishida, O.; Sato, K.; Murata, K.; Nikaido, M.; Sado, T.; Sato, Y.; Takeshita, M.; Iwasaki, W.; Yamanaka, H.; Kondoh, M. & Miya, M. (2017) “Environmental DNA enables detection of terrestrial mammals from forest pond water”, Molecular Ecology Resources, 17, pp. e63-e75.
53 Begeman, L.; Kooi, E. A.; van Weezep, E.; van de Bildt, M. W. G.; P. G. Koopmans, M. P. G.; Reusken, C. B. E. M.; van den Brand, J. M. A.; Lina, P. H. C. & Kuiken, T. (2019) “Faeces as a novel material to estimate lyssavirus prevalence in bat populations”, Zoonoses Public Health, 67, pp. 198-202.
54 Bradshaw, W. J. (2019) “Assessing biomarkers of ageing as measures of cumulative animal welfare”, EcoEvoRxiv, December 17 [acessado em 19 de agosto de 2020].
55 Bateson, M. (2015) “Cumulative stress in research animals: Telomere attrition as a biomarker in a welfare context?”, BioEssays, 38, pp. 201-212 [acessado em 2 de julho de 2020].
56 Cai, N.; Chang, S.; Li, Y.; Li, Q.; Hu, J.; Liang, J.; Song, L.; Kretzschmar, W. ; Gan, X.; Nicod, J.; Rivera, M.; Deng, H.; Du, B.; Li, K.; Sang, W.; Gao, J.; Gao, S.; Ha, B.; Ho, H.-Y.; Hu, C.; Hu, J.; Hu, Z.; Huang, G.; Jiang, G.; Jiang, T.; Jin, W.; Li, G.; Li, K.; Li, Y.; Li, Y.; Li, Y.; Lin, Y.-T.; Liu, L.; Liu, T.; Liu, Y.; Liu, Y.; Lu, Y.; Lv, L.; Meng, H.; Qian, P.; Sang, H.; Shen, J.; Shi, J.; Sun, J.; Tao, M.; Wang, G.; Wang, G.; Wang, J.; Wang, L.; Wang, X.; Wang, X.; Yang, H.; Yang, L.; Ye Yin, Zhang, J.; Zhang, K.; Sun, N.; Zhang, W.; Zhang, X.; Zhang, Z.; Zhong, H.; Breen, G.; Wang, J.; Marchini, J.; Chen, Y.; Xu, Q.; Xu, X.; Mott, R.; Huang, G.-J.; Kendler, K. & Flint, J. (2015) “Molecular signatures of major depression”, Current Biology, 25, pp. 1146-1156 [acessado em 4 de julho de 2020].
57 Aylward, M. L.; Sullivan, A. P.; Perry, G. H.; Johnson, S. E. & Louis, E. E., Jr. (2018) “An environmental DNA sampling method for aye‐ayes from their feeding traces”, Ecology and Evolution, 8, pp. 9229-9240.
58 Ashley, P. J. (2007) “Fish welfare: Current issues in aquaculture”, Applied Animal Behavior Science, 104, pp. 199-235.
59 Morozova, A.; Zubkov, E.; Strekalova, T.; Kekelidze, Z.; Storozeva, Z.; Schroeter, C. A.; Bazhenova, N.; Lesch, K.-P. Cline, B. H. & Chekhonin, V. (2016) “Ultrasound of alternating frequencies and variable emotional impact evokes depressive syndrome in mice and rats”, Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry, 68, pp. 52-63.
[I] Nota do tradutor: horas-pessoa, também conhecida como horas-homem, é a quantidade de trabalho desempenhado pelo trabalhador médio em uma hora.