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Dozens of fishes held in a small pool on a fish farm

Criação de animais aquáticos

A criação e morte de peixes e outros animais (como crustáceos e anfíbios) é feita principalmente para alimentação. Essa exploração vem crescendo significantemente por muitas décadas. Entre 1970 e 2006 a indústria cresceu a uma taxa de 6,9% por ano1, e desde os últimos anos, da origem a aproximadamente metade dos produtos com origem em animais marinhos consumidos por seres humanos2. Esses peixes são também usados para alimentação de outros animais: mais de 2,5 milhões de toneladas de peixe são usados para produzir ração para gatos todos os anos3.

É estimado que entre 37 e 120 bilhões de peixes sejam mortos todos os anos4, o que não inclui os outros seres conscientes que também são mortos na exploração, criados para o consumo humano ou para a alimentação de outros animais. Os crustáceos criados geralmente são alimentados com moluscos triturados para terem suas conchas destruídas, e também com subprodutos da pesca, como restos de peixes.

Muitas espécies de peixe são criadas em propriedades, e algumas são criadas em maior escala do que outras. As principais são carpas, tilápias, esturjões, salmões e siluriformes5. Em relação a crustáceos, a maior parte das espécies não pode ser criada devido ao seu pequeno porte e a doenças que sofrem nas condições típicas da exploração. As espécies criadas são o camarão branco do pacífico e o camarão-tigre-gigante (Penaeus monodon).

Aqueles que defendem a criação de animais aquáticos dizem que ela resolverá o problema da escassez de peixes e outros animais aquáticos devido à pesca. Essa defesa não leva em consideração a capacidade de sofrimento de peixes ou o seu interesse em permanecer vivos. Somente são considerados os benefícios da exploração de animais aquáticos para os seres humanos. O objetivo da exploração é atingir o máximo de produção de peixes e outros animais ao menor custo. Isso leva à desconsideração dos interesses dos animais aquáticos explorados, resultando em vidas desconfortáveis e miseráveis e mortes prematuras e muitas vezes dolorosas.

Não é possível manter animais nesse tipo de exploração sem causar-lhes danos. Peixes são rotineiramente retirados da água para serem medidos, seus tanques são limpos com produtos químicos nocivos e suas vidas em geral são tornadas desagradáveis devido ao manuseio e a perturbações no habitat. Além disso, por definição, a criação de animais para consumo em propriedades significa que os animais são mortos no final.

Os peixes criados podem ser mantidos em ecossistemas naturais (lagos, rios ou oceanos) ou em tanques. Existem três tipos principais de criação, definidos pelo modo como os animais são criados: extensivo, semi-intensivo e intensivo.

  • Em sistemas extensivos os animais obtêm alimento do ambiente e não são alimentados por humanos; estes controlam apenas o ambiente onde os animais são mantidos. As populações são controladas pela manipulação de variáveis ambientais, como nutrientes, luz e condições da água. Os peixes são mantidos de maneira a impedir sua fuga e permitir fácil captura. Às vezes a captura de peixes é denominada com termos como “coleta” e “colheita”, palavras cujo uso é um eufemismo e é inapropriado, uma vez que são geralmente usadas apenas para plantas, que não são sencientes.
  • Em sistema semi-intensivo, os peixes ficam em um ambiente semicontrolado. Parte de seu alimento é fornecida por fazendeiros, enquanto o resto vem do ambiente. Outras variáveis do ambiente também são controladas, como por exemplo, a circulação da água. Isso permite que peixes sejam criados em maior densidade do que é possível em um sistema extensivo, o que, como iremos ver abaixo, causa desconforto, doenças e ferimentos.
  • Finalmente, na criação intensiva, as condições de vida dos peixes, como alimentação e reprodução, estão completamente sob controle humano. A densidade de peixes é muito alta nesses sistemas.

Além das fazendas de peixe atuais, pesquisas estão sendo feitas para converter extensos corpos de água naturais, que estão isolados ou quase isolados de outros sistemas aquáticos, em grandes sistemas extensivos ou semi-intensivos de criação.

 

Como os crustáceos são criados

Estoques de ovos de crustáceos são ampliados por diversas técnicas de reprodução em cativeiro. Um método, em que fêmeas são capturadas, envolve a aplicação de choque térmico, que as induz a pôr seus ovos.

Esses animais podem pôr várias centenas de milhares de ovos, que podem eclodir em somente um dia. Outro método de reprodução em cativeiro envolve a captura (“coleta”) de larvas. Larvas são mantidas em depósitos, em incubadoras onde a circulação de água é controlada. Após 2 ou 3 semanas, elas se tornam pós-larvas e são levadas para depósitos maiores com circulação aberta de água, chamados de viveiros, onde elas passam entre um mês e um mês e meio. Quando o peso das pós-larvas atinge entre 1 e 2 gramas, elas entram na fase de pré-engorda em cativeiro, e são transportadas para “tanques de engorda” para consumo. Apesar do processo de criação e engorda de animais ser frequentemente realizado em apenas um local, existem empresas especializadas que usam vários locais para reprodução em cativeiro (conhecidos como “viveiros”). Os tanques de engorda podem se encontrar em zonas entre marés, com barreiras de malha que permitem que a água circule.

Crustáceos também podem ser criados em tanques de água com comportas que permitem que água nova entre no tanque vindo de mares, lagos ou rios. Depois os crustáceos são transferidos para um tanque de engorda. Muitos camarões no estágio pós-larval morrem durante esse processo. Os sobreviventes no tanque de engorda são capturados vários meses depois por redes ou pela drenagem dos tanques.

 

Como os peixes são criados

Assim como no caso dos crustáceos, existem vários estágios na criação de peixes. Primeiro, os alevinos (peixes jovens) são geralmente criados em cativeiro, embora também possam ser capturados. Peixes adultos em idade reprodutiva também podem ser capturados, mas eles são muitas vezes (e cada vez mais) criados em cativeiro também. Alguns peixes, como enguias, são sempre capturados do meio ambiente, porque não é possível criá-los em cativeiro.

Para que os peixes se reproduzam, eles precisam estar em um ambiente de baixo estresse. Os animais para procriação são mantidos em tanques de densidade populacional muito mais baixa do que nos tanques onde eles são mantidos para crescimento (engorda). O espaço disponível é mínimo e pode chegar a até um m³ de água por peixe. Os peixes usados para procriação são às vezes deixados a se reproduzir em seu próprio ritmo, mas muitas vezes são induzidos a pôr ovos.

Animais podem ser induzidos a colocar ovos com uma variedade de hormônios, como as injeções de gonadotrofinas ou gonadotrofina coriônica humana (que pode ser obtida da urina de mulheres).

Às vezes os ovos colocados são facilmente coletados, porque ovos fertilizados flutuam enquanto os não fertilizados afundam. Em outros casos a coleta dos ovos é feita através de uma técnica chamada eufemisticamente de “massagem abdominal”. Simplesmente a área abdominal do peixe é pressionada até que ovos sejam forçados para fora do corpo, um método extremamente estressante e danoso à saúde dos animais. Em alguns casos, uma sonda artificial é usada nesse processo. A sonda é introduzida pela cavidade urogenital no corpo da fêmea para abrir os funis ovarianos. Então a prensagem do abdômen é feita para empurrar os ovos para a sonda, da qual caem em um receptáculo6.

Depois que os ovos são coletados, eles são mantidos em incubadoras por vários dias, até que as larvas saiam dos ovos. As larvas são então levadas para depósitos larvais, que geralmente são pequenos tanques cilíndricos com suprimento de água constantemente renovada. A principal razão porque isso é feito é simplesmente porque um enorme número de larvas morreria se isso não fosse feito. Quanto mais larvas sobreviverem, maior é o lucro.

Assim que esses animais se desenvolvem de larvas para alevinos e o seu peso é entre um e dois gramas, eles são transferidos para tanques maiores de pré-engorda, vendidos para outro negócio de criação ou liberados no meio ambiente para serem pescados depois. O processo de pré-engorda tem o propósito de aclimatizar o peixe ao tipo de comida que ele receberá durante o processo de engorda e às condições de alta densidade populacional que ele será forçado a suportar. Em alguns casos os peixes também devem se ajustar a mudança de água doce para água salgada.

Durante todos os estágios de desenvolvimento dos peixes, o processo normal de crescimento é afetado pela alta densidade populacional, que altera o seu desenvolvimento normal em maneiras que podem ser prejudiciais7.

Quando o seu tamanho permite que os peixes sejam movidos sem risco de muitas mortes durante a mudança, eles são transportados para tanques de engorda8. Nos tanques de engorda os animais com frequência competem por comida, então a comida deve ser fornecida regularmente e em pequenas quantidades, para que os peixes fortes não comam tudo e deixem os mais fracos sem comida.

 

Como os animais criados sofrem

Peixes criados são prejudicados de muitas maneiras. Assim como animais terrestres, mesmo se suas vidas fossem boas, eles ainda sofreriam uma morte prematura, o que os priva da possibilidade de experiências positivas no futuro. Porém eles também são prejudicados porque eles têm uma baixa qualidade de vida. Algumas das causas disso são:

 

  • Manuseio e transporte

O transporte de animais para criação inflige grande estresse psicológico neles, do qual levam bastante tempo para se recuperar9. A agitação física desencadeia sintomas de estresse10 e torna os animais mais suscetíveis a doenças11. Já foi demonstrado, por exemplo, que peixes estressados sofrem mais da doença da mancha branca12.

 

  • Falta de espaço e superlotação

Peixes geralmente são amontoados em espaços pequenos. Isso acontece sistematicamente no caso de trutas e salmões13, robalos14, esparídeos15, ou douradas16. Não ter espaço para se mover e ter tantos animais ao redor causa estresse.17

A relação entre a concentração de peixes e os danos sofridos não é necessariamente linear. No caso dos salmões, por exemplo, os efeitos negativos só podem ser vistos quando certa densidade é atingida, e então o aumento nos efeitos negativos pode ser maior do que a mudança proporcional, conforme novos indivíduos são adicionados18. Além do estresse da alta densidade populacional, outros fatores como a diminuição da qualidade da água aumentam o estresse e o desconforto13 19. A superlotação também afeta a disponibilidade de oxigênio. Peixes dependem do oxigênio dissolvido na água, e quando os níveis de oxigênio caem abaixo de certos níveis, eles podem sofrer grande estresse e problemas de saúde. Em casos extremos, pode ocorrer morte por asfixia.

O efeito da falta de espaço em certos peixes é muito pior para animais que formam hierarquias sociais20 e pode levar a comportamentos agressivos21, incluindo o canibalismo22.

 

  • Perturbação devido à luz

A luz artificial, criada às vezes por lâmpadas debaixo d’água, pode ser usada para acelerar o crescimento do peixe23. Isso é feito especialmente em incubadoras reduzindo o tempo de sono dos alevinos e dando-lhes mais tempo para alimentação. Em espécies como os salmonídeos, isso muda o tempo de maturação do animal, de forma que eles estão maiores quando são mortos. Porém as luzes podem incomodar os peixes e até afetar seus hábitos alimentares já que eles tentam evitar as lâmpadas24.

 

  • Fome

Fome e subnutrição podem ocorrer em diversos estágios do crescimento do animal explorado, por razões como a competição por comida entre os animais. Além da fome há outras formas em que a falta de alimento causa danos aos animais. Por exemplo, a privação de comida também significa um aumento da erosão da barbatana dorsal de trutas25, o que pode causar dificuldades para nadar e reduzir as chances de sobrevivência. Também foi observado que o Salmão do Atlântico nada mais devagar e faz menos esforços para se alimentar quando não é adequadamente alimentado26.

 

  • Danos à saúde dos animais explorados

A situação apresentada acima causa estresse a esses animais, o que leva a mais danos, já que prejudica a sua saúde27. Mas há outras razões por que sua saúde é prejudicada. Animais sofrem frequentemente ferimentos devido à superlotação, que podem facilmente levar a infecções. O contato próximo entre os peixes e suas jaulas, assim como entre os peixes e os corpos de outros peixes pode causar escoriações, que também infeccionam facilmente.

Variações químicas da água, que ocorrem devido à superlotação de peixes no ambiente, podem deixar os animais particularmente sensíveis a doenças, que do contrário eles poderiam não contrair. Às vezes esses peixes doentes são mortos.

Para mais informações, veja nossa página sobre doenças de peixes e crustáceos.

Para prevenir infecções e mortes em massa, são dados antibióticos aos animais. Muitos destes têm efeitos colaterais negativos, incluindo a supressão da imunidade28. Alguns dos antibióticos aumentam o estresse29. Também é importante notar que tanto as doenças como os antibióticos não afetam somente os animais criados e explorados, mas também outros que vivem em áreas ao redor30.

 

Mortes dos animais criados e explorados

Devido a todas as razões acima mencionadas, as taxas de mortalidade dos animais criados antes do abate são muito altas31. Mas é claro que todos morrem prematuramente, ou de doenças, ou pelos seres humanos. Peixes e outros animais aquáticos sencientes são mortos de diferentes maneiras dolorosas, na maioria das vezes enquanto estão totalmente conscientes. O seu sofrimento começa antes de suas mortes, já que eles normalmente passam por dor e desconforto enquanto são transportados para o local onde são mortos32. Além disso, frequentemente passam fome antes de suas mortes. Precisa-se de tempo para que a comida consumida por um animal se transforme em carne, e qualquer alimento dado pouco antes de suas mortes não será convertido em mais carne. muitas vezes é considerado desperdício alimentar os animais se a comida não se transformará em mais carne, por isso eles não são alimentados e sofrem com fome antes do abate33.

 

Outros animais mortos para alimentar os animais criados

Também é importante notar que outros animais (principalmente crustáceos e peixes) são usados para alimentação daqueles que são criados. Por isso, esses animais também são vítimas do consumo humano de peixes e outros animais aquáticos. Além de alimentar animais com corpos de outros peixes, mais da metade da produção da gordura dos peixes capturados ou criados é usada para alimentar salmões.


Leituras adicionais:

Tacon, A. G. J. & Metian, M. (2009) “Fishing for aquaculture: Non-food use of small pelagic forage fish – A global perspective”, Reviews in Fisheries Science, 17, pp. 305-317.

Acerete, L.; Balasch, J. C.; Espinosa, E.; Josa, A. & Tort, L. (2004) “Physiological responses in Eurasian perch (Perca fluviatilis L.) subjected to stress by transport and handling”, Aquaculture, 237, pp. 167-178.

Alanara, A.; Winberg, S.; Brannas, E.; Kiessling, A.; Hoglund, E. & Elofsson, U. (1998) “Feeding behaviour, brain serotonergic activity levels, and energy reserves of Arctic char (Salvelinus alpinus) within a dominance hierarchy”, Canadian Journal of Zoology, 76, pp. 212-220.

Andrew, J. E.; Holm, J.; Kadri, S. & Huntingford, F. A. (2004) “The effect of competition on the feeding efficiency and feed handling behaviour in gilthead sea bream (Sparus aurata L.) held in tanks”, Aquaculture, 232, pp. 317-331.

Ashley, P. J. (2007) “Fish welfare: Current issues in aquaculture”, Applied Animal Behaviour Science, 104, pp. 199-235.

Bell, A.; Bron, J.; Turnbull, J. F.; Adams, C. E. & Huntingford F. A. (2002) “Factors influencing the welfare of farmed Atlantic salmon (Salmo salar) in commercial marine cages”, Research in Veterinary Science, 72 (Suppl. A), pp. 7-8.

Borgatti, R. & Buck, E. H. (2004) Open ocean aquaculture: CRS report for Congress, Congressional Research Service, Washington: Library of Congress.

Chandroo, K. P.; Yue, S. & Moccia, R. D. (2004) “An evaluation of current perspectives on consciousness and pain in fishes”, Fish and Fisheries, 5, pp. 281-295.

Cutts, C. J.; Metcalfe, N. B. & Taylor, A. C. (2002) “Fish may fight rather than feed in a novel environment: Metabolic rate and feeding motivation in juvenile Atlantic salmon”, Journal of Fish Biology, 61, pp. 1540-1548.

Devlin, R. H.; d’Andrade, M.; Uh, M. & Biagi, C. A. (2004) “Population effects of growth hormone transgenic coho salmon depend on food availability and genotype by environment interactions”, Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 101 (25), pp. 9303-9308.

Ellis, T.; North, B.; Scott, A. P.; Bromage, N. R. & Porter, M. (2001) “What is stocking density”, Trout News, 32, pp. 35-37.

Esteve, C. & Alcaide, E. (2009) “Influence of diseases on the wild eel stock: The case of Albufera Lake”, Aquaculture, 289, pp. 143-149.

Farm Animal Welfare Council (1996) “Report on the welfare of farmed fish”, fawc.org.uk [acessado em 14 de maio de 2013].

Hart, P. J. B. (1993) “Teleost foraging: Facts and theories”, em Pitcher, T. J. (ed.) Behaviour of teleost fishes, 2nd ed., London: Chapman & Hall, pp. 253-284.

Håstein, T. (2004) “Animal welfare issues relating to aquaculture”, em World Organisation for Animal Health (OIE) Global Conference on Animal Welfare: An OIE Initiative. Proceedings, Luxembourg: Office for Official Publications of the European Communities, pp. 219-231 [acessado em 17 de maio de 2013].

Huntingford, F. A.; Adams, C.; Braithwaite, V. A.; Kadri, S.; Pottinger, T. G.; Sandøe, P. & Turnbull, J. F. (2006) “Current issues in fish welfare”, Journal of Fish Biology, 68, pp. 332-372.

Johnson, S. C.; Treasurer, J. W.; Bravo, S.; Nagasawa, K. & Kabata, Z. (2004) “A review of the impact of parasitic copepods on marine aquaculture”, Zoological Studies, 43, pp. 229-243.

New, M. B. (2002) Farming freshwater prawns: A manual for the culture of the giant river prawn (Macrobrachium rosenbergii), Rome: Food and Agriculture Organization of the United Nations [acessado em 23 de fevereiro de 2013].

Robb, D. H. F. & Kestin, S. C. (2002) “Methods used to kill fish: Field observations and literature reviewed”, Animal Welfare, 11, pp. 269-282.

Rose, J. D. (2002) “The neurobehavioural nature of fishes and the question of awareness and pain”, Reviews in Fisheries Science, 10, pp. 1-38.

Skjervold, P. O.: Fjaera, P. B.; Ostby, P. B. & Einen, O. (2001) “Live-chilling and crowding stress before slaughter of Atlantic salmon (Salmo salar)”, Aquaculture, 192, pp. 267-282.

Sneddon, L. U.; Braithwaite, V. A. & Gentle, M. J. (2003b) “Do fishes have nociceptors? Evidence for the evolution of a vertebrate sensory system”, Proceedings of the Royal Society London B, 270, pp. 1115-1121 [acessado em 20 de junho de 2014].

Soderberg, R. W.; Meade, J. W. & Redell, L. A. (1993) “Growth, survival, and food conversion of Atlantic salmon reared at four different densities with common water quality”, The Progressive Fish-Culturist, 55, pp. 29-31.

Southgate, P. & Wall, T. (2001) “Welfare of farmed fish at slaughter”, In Practice, 23, pp. 277-284.

Wedermeyer, G. A. (1997) “Effects of rearing conditions on the health and physiological quality of fish in intensive culture”, em Barton, B. A.; Wedemeyer, G. A.; Pankhurst, N. W.; Kraak, G. Van der; Sumpter, J. P.; McDonald, G.; Milligan, L.; Schreck, C. B.; Potinger, T. D.; Pickering, A. D.; Balm, P. H. M.; Fletcher, T. C. & Morgan, J. D. Fish stress and health in aquaculture, New York: Cambridge University Press, pp. 35-71.

Wendelaar-Bonga, S. E. W. (1997) “The stress response in fish”, Physiological Reviews, 77, pp. 591-625.


Notas:

1 Bostock, J.; McAndrew, B.; Richards, R.; Jauncey, K.; Telfer, T.; Lorenzen, K.; Little, D.; Ross, L.; Handisyde, N.; Gatward, I. & Corner, R. (2010) “Aquaculture: Global status and trends”, Philosophical Transactions of The Royal Society B: Biological Sciences, 365, pp. 2897-2912.

2 Um estudo sobre a importância da criação de peixes apontou há alguns anos: “a criação de animais aquáticos contribuiu como 43 por cento dos alimentos de origem animal aquática para consumo em 2007 (peixes, crustáceos e moluscos; excluindo mamíferos, répteis e plantas aquáticas), e espera-se que cresça mais para atender as demandas futuras. Ibid.

3 De Silva, S. S. & Turchini, G. M. (2008) “Towards understanding the impacts of the pet food industry on world fish and seafood supplies”, Journal of Agricultural and Environmental Ethics, 21, pp. 459-467.

4 Mood, A. & Brooke, P. (2012) “Estimating the number of farmed fish killed in global aquaculture each year”, fishcount.org.uk [acessado em 18 de janeiro de 2013].

5 Food and Agriculture Organization of the United Nations (2011) “Fisheries and aquaculture statistics: Aquaculture production”, [Rome]: Food and Agriculture Organization of the United Nations [acessado em 11 de janeiro de 2013].

6 Szczepkowski, M. & Kolma, R. (2011) “A simple method for collecting sturgeon eggs using a catheter”, Archives of Polish Fisheries, 19, pp. 123-128.

7 Moreau, D. T. R. & Fleming, I. A. (2011) “Enhanced growth reduces precocial male maturation in Atlantic salmon”, Functional Ecology, 26, pp. 399-405.

8 O tamanho aceitável para transporte varia conforme a espécie e o peso. Por exemplo, as enguias são movidas quando pesam em torno de 5 gramas, enquanto, no caso dos robalos, podem pesas mais de 40 gramas no momento em que se pensa no transporte. No caso dos salmonídeos seu peso pode variar muito, dependendo do momento do ano em que são transportados, desde 15-20 gramas na primavera até 100 gramas no outono. Os animais de algumas espécies, como as trutas, se não são retiradas dos tanques de engorde no inverno, podem pesas mais de 200 gramas.

9 Bandeen, J. & Leatherland, J. F. (1997) “Transportation and handling stress of white suckers raised in cages”, Aquaculture International, 5, pp. 385-396. Iversen, M.; Finstad, B. & Nilssen, K. J. (1998) “Recovery from loading and transport stress in Atlantic salmon (Salmo salar L.) smolts”, Aquaculture, 168, pp. 387-394. Rouger, Y.; Aubin, J.; Breton, B.; Fauconneau, B.; Fostier, A.; Le Bail, P.; Loir, M.; Prunet, P. & Maisse, G. (1998) “Response of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) to transport stress”, Bulletin Francais de la Peche et de la Pisciculture, 350-351, pp. 511-519. Barton, B. A. (2000) “Salmonid fishes differ in their cortisol and glucose responses to handling and transport stress”, North American Journal of Aquaculture, 62, pp. 12-18. Sandodden, R.; Findstad, B. & Iversen, M. (2001) “Transport stress in Atlantic salmon (Salmo salar L.): anaesthesia and recovery”, Aquaculture Research, 32, pp. 87-90. Chandroo, K. P.; Cooke, S. J.; McKinley, R. S. & Moccia, R. D. (2005) “Use of electromyogram telemetry to assess the behavioural and energetic responses of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum) to transportation stress”, Aquaculture Research, 36, pp. 1226-1238.

10 Pickering, A. D. (1998) “Stress responses in farmed fish”, em Black, K. D. & Pickering, A. D. (eds.) Biology of farmed fish, Sheffield: Sheffield Academic Press, pp. 222-255.

11 Strangeland, K.; Hoie, S. & Taksdal, T. (1996) “Experimental induction of infectious pancreatic necrosis in Atlantic salmon (Salmo salar L.) post-smolts”, Journal of Fish Diseases, 19, pp. 323-327.

12 Davis, K. B.; Griffin, B. R. & Gray, W. L. (2002) “Effect of handling stress on susceptibility of channel catfish Ictalurus punctatus to Ichthyophthirius multifiliis and channel catfish virus infection”, Aquaculture, 214, pp. 55-66 [acessado em 30 de abril de 2014].

13 Ewing, R. D. & Ewing, S. K. (1995) “Review of the effects of rearing density on the survival to adulthood for Pacific salmon”, Progressive Fish-Culturist, 57, pp. 1-25.

14 Vazzana, M.; Cammarata, M.; Cooper, E. L. & Parrinello, N. (2002) “Confinement stress in seabass (Dicentrarchus labrax) depresses peritoneal leukocyte cytotoxicity”, Aquaculture, 210, pp. 231-243.

15 Rotllant, J. & Tort, L. (1997) “Cortisol and glucose responses after acute stress by net handling in the sparid red porgy previously subjected to crowding stress”, Journal of Fish Biology, 51, pp. 21-28.

16 Montero, D.; Izquierdo, M. S.; Tort, L.; Robaina, L. & Vergara, J. M. (1999) “High stocking density produces crowding stress altering some physiological and biochemical parameters in gilthead seabream, Sparus auratus, juveniles”, Fish Physiology and Biochemistry, 20, pp. 53-60.

17 Gornati, R.; Papis, E.; Rimoldi, S.; Terova, G.; Saroglia, M. & Bernardini, G. (2004) “Rearing density influences the expression of stress-related genes in sea bass (Dicentrarchus labrax L.)”, Gene, 341, pp. 111-118. Iguchi, K.; Ogawa, K.; Nagae, M. & Ito, F. (2003) “The influence of rearing density on stress response and disease susceptibility of ayu (Plecoglossus altivelis)”, Aquaculture, 220, pp. 515-523. Iversen, M.; Finstad, B. & Nilssen, K. J. (1998) “Recovery from loading and transport stress in Atlantic salmon (Salmo salar L.) smolts”, op. cit. Ellis, T.; North, B.; Scott, A. P.; Bromage, N. R.; Porter, M. & Gadd, D. (2002) “The relationships between stocking density and welfare in farmed rainbow trout”, Journal of Fish Biology, 61, pp. 493-531. Barton, B. A.; Ribas, L.; Acerete, L. & Tort, L. (2005) “Effects of chronic confinement on physiological responses of juvenile gilthead sea bream, Sparus aurata L., to acute handling”, Aquaculture Research, 36, pp. 172-179. Barton, B. A.; Schreck, C. B. & Barton, L. D. (1987) “Effects of chronic cortisol administration and daily acute stress on growth, physiological conditions, and stress responses in juvenile rainbow trout”, Diseases of Aquatic Organisms, 2, pp. 173-185. Arends, R. J.; Mancera, J. M.; Munoz, J. L.; Bonga, S. E. W. & Flik, G. (1999) “The stress response of the gilthead sea bream (Sparus aurata L.) to air exposure and confinement”, The Journal of Endocrinology, 163, pp. 149-157.

18 Turnbull, J. F.; Bell, A.; Adams, C. E.; Bron, J. & Huntingford, F. A. (2005) “Stocking density and welfare of cage farmed Atlantic salmon: Application of a multivariate analysis”, Aquaculture, 243, pp. 121-132.

19 Scott, A. P.; Pinillos, M. & Ellis, T. (2001) “Why measure steroids in fish plasma when you can measure them in water?”, em Goos, H. J.; Rastogi, R. K.; Vaudry, H. & Pierantoni, R. (eds.) Perspectives in comparative endrocrinology: Unity and diversity, Bologna: Monduzzi, pp. 1291-1295. Ellis, T.; North, B.; Scott, A. P.; Bromage, N. R.; Porter, M. & Gadd, D. (2002) “The relationships between density and welfare in farmed rainbow trout”, op. cit.

20 Ejike, C. & Schreck, C. B. (1980) “Stress and social hierarchy rank in coho salmon”, Transactions of the American Fisheries Society, 109, pp. 423-426.

21 Greaves, K. & Tuene, S. (2001) “The form and context of aggressive behaviour in farmed Atlantic halibut (Hippoglossus hippoglossus L.)”, Aquaculture, 193, pp. 139-147.

22 Katavić, I. & Jug-dujaković, J. (1989) “Cannibalism as a factor affecting the survival”, Aquaculture, 77, pp. 135-143. Folkvord, A. & Otteråb, H. (1993) “Effects of initial size distribution, day length, and feeding frequency on growth, survival, and cannibalism in juvenile Atlantic cod (Gadus morhua L.)”, Aquaculture, 114, pp. 243-260. Baras, E. & Jobling, M. (2002) “Dynamics of intracohort cannibalism in cultured fish”, Aquaculture Research, 33, pp. 461-479.

23 Puvanendran, V. & Brown, J. A. (2002) “Foraging, growth and survival of Atlantic cod larvae reared in different light intensities and photoperiods”, Aquaculture, 214, pp. 131-151.

24 Foi demonstrado com evidências empíricas que muitos peixes evitam as luzes brilhantes. Os salmões do Atlântico, por exemplo, evitam a luz brilhante na superfície da água, exceto quando precisam permanecer ali para se alimentarem: Fernö, A.; Huse, I.; Juell, J. E. & Bjordal, A. (1995) “Vertical distribution of Atlantic salmon (Salmo salar L.) in net pens: Trade-off between surface light avoidance and food attraction”, Aquaculture, 132, pp. 285-296; Juell, J. E.; Oppedal, F.; Boxaspen, K. & Taranger, G. L. (2003) “Submerged light increases swimming depth and reduces fish density of Atlantic salmon Salmo salar L. in production cages”, Aquaculture Research, 34, pp. 469-477.

25 Winfree, R. A.; Kindschi, G. A. & Shaw, H. T. (1998) “Elevated water temperature, crowding and food deprivation accelerate fin erosion in juvenile steelhead”, Progressive Fish-Culturist, 60, pp. 192-199.

26 Andrew, J. E.; Noble, C.; Kadri, S.; Jewell, H. & Huntingford, F. A. (2002) “The effects of demand feeding on swimming speed and feeding responses in Atlantic salmon Salmo salar L., gilthead sea bream Sparus aurata L. and European sea bass Dicentrarchus labrax L. in sea cages”, Aquaculture Research, 33, pp. 501-507.

27 Barton, B. A. (2000) “Stress in fishes: A diversity of responses”, American Zoologist, 40, pp. 937-1937. Conte, F. S. (2004) “Stress and the welfare of cultured fish”, Applied Animal Behaviour Science, 86, pp. 205-223. Contreras-Sanchez, W. M.; Schreck, C. B.; Fitzpatrick, M. S. & Pereira, C. B. (1998) “Effects of stress on the reproductive performance of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)”, Biology of Reproduction, 58, pp. 439-447.

28 Rijkers, G. T.; Teunissen, A. G.; Van Oosterom, R. & Van Muiswinkel, W. B. (1980) “The immune system of cyprinid fish. The immunosuppressive effect of the antibiotic oxytetracycline in carp (Cyprinus carpio L.)”, Aquaculture, 19, pp. 177-189.

29 Yildiz, H. Y. & Pulatsu, S. (1999) “Evaluation of the secondary stress response in healthy Nile tilapia (Oreochromis niloticus L.) after treatment with a mixture of formalin, malachite green and methylene blue”, Aquaculture Research, 30, pp. 379-383. Griffin, B. R.; Davis, K. B. & Schlenk, D. (1999) “Effect of simulated copper sulphate on stress indicators in channel catfish”, Journal of Aquatic Animal Health, 11, pp. 231-236. Griffin, B. R.; Davis, K. B.; Darwish, A. & Straus, D. L. (2002) “Effect of exposure to potassium permanganate on stress indicators in channel catfish”, Journal of the World Aquaculture Society, 33, pp. 1-9. Thorburn, M. A.; Teare, G. F.; Martin, S. W. & Moccia, R. D. (2001) “Group-level factors associated with chemotherapeutic treatment regiments in land-based troutfarms in Ontario, Canada”, Preventative Veterinary Medicine, 50, pp. 451-466. Sørum, U. & Damsgard, B. (2004) “Effects of anaesthetisation and vaccination on feed intake and growth of Atlantic salmon (Salmo salar L.)”, Aquaculture, 232, pp. 333-341.

30 Krkošek, M.; Lewis, M. A.; Morton, A.; Frazer, L. N. & Volpe, J. P. (2006) “Epizootics of wild fish induced by farm fish”, Proceedings of the National Academy of Sciences, 103, pp. 15506-15510. Johansen, L. H.; Jensen, I.; Mikkelsen, H.; Bjørn, P. A.; Jansen, P. A. & Bergh, O. (2011)“Disease interaction and pathogens exchange between wild and farmed fish populations with special reference to Norway”, Aquaculture, 315, pp. 167-186.

31 Outro fator para que isso suceda é que os peixes, assim como outros animais criados, se reproduzem dando origem a um grande número de descendentes, e suas características genéticas não podem ser facilmente reconhecidas e selecionadas pelos seres humanos, como ocorre com aqueles que geram um número menor de descententes. Isso torna mais difícil selecionar os que podem resistir a determinadas condições, e torna mais alta a probabilidade de que morram devido às mesmas.

32 Erikson, U.; Sigholt, T. & Seland, A. (1997) “Handling stress and water quality during live transportation and slaughter of Atlantic salmon (Salmo salar)”, Aquaculture, 149, pp. 243-252. Iversen, M.; Finstad, B.; McKinley, R. S.; Eliassen, R. A.; Carlsen, K. T. & Evjen, T. (2005) “Stress responses in Atlantic salmon (Salmo salar L.) smolts during commercial well boat transports, and effects on survival after transfer to sea”, Aquaculture, 243, pp. 373-382. Alanara, A. & Brannas, E. (1996) “Dominance in demand-feeding behaviour in Arctic charr and rainbow trout: The effect of stocking density”, Journal of Fish Biology, 48, pp. 242-254.

33 Einen, O.; Waagan, B. & Thomassen, M. S. (1998) “Starvation prior to slaughter in Atlantic salmon (Salmo salar): I. Effects on weight loss, body shape, slaughter- and fillet-yield, proximate and fatty acid composition”, Aquaculture, 166, pp. 85-104. Ginés, R.; Palicio, M.; Zamorano, M. J.; Argüello, A.; López, J. L. & Afonso, J. M. (2002) “Starvation before slaughtering as a tool to keep freshness attributes in gilthead sea bream (Sparus aurata)”, Aquaculture International, 10, pp. 379-389.

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